<!--[if !supportLists]-->Une parfaite connaissance théorique des protocoles d'anesthésie et des techniques de stérilisation est indispensable pour une participation efficace à la clinique ambulatoire.La mise en pratique des connaissances de l'étudiant sera évaluée et fera l'objet d'une cote intervenant dans le processus de délibération de fin d'année.
HORAIRE.
La ponctualité est de rigueur. Les départs vers les sites de Charleroi, Verviers et St Trond se feront à 7h30 précise mais les étudiants sont priés de se présenter dès 7h15 à l’entrée des locaux TP 1è doc, côté sous-sol pour aider au chargement du véhicule de transport.
7h15
Au retour les étudiants aideront au déchargement du matériel, au reconditionnement et à la stérilisation des instruments.
Lundi : un groupe d'étudiants avec le véhicule facultaire,départ de la faculté à 7h30, retour vers 18h00SPA de Charleroi – Dr VANHOFF
Mardi : un groupe d'étudiants avec le véhicule facultaire,départ de la faculté à 7h30, retour vers 14h00SPA de Verviers – Dr VANHOFF
Mardi matin également : un autre groupe d'étudiants se rend par ses propres moyens à St Nicolas, rue Bois St Gilles, activité sur place de 8h30 à 12h30 – SPA de Cointe (Liège) Dr GUIOT
Mercredi : un groupe d'étudiants se rend par ses propres moyens,à St Georges-s-Meuse, 4 rue Reine Astrid,activité sur place de 8h30 à 12h30 – Dr SAVONET
Jeudi : un groupe d'étudiants avec le véhicule facultaire,départ de la faculté à 7h30, retour vers 14h00SPA de St Trond – Dr VANHOFF
<!--[if !supportLists]--> Vendredi : un groupe d'étudiants se rend par ses propres moyens
à St Nicolas, rue Bois St Gilles, activité sur place de 8h30 à 12h30 – SPA de Cointe (Liège) – Dr GUIOT
à St Nicolas, rue Bois St Gilles, activité sur place de 8h30 à 12h30 – SPA de Cointe (Liège) – Dr GUIOT
Chaque étudiant doit se présenter à la clinique ambulatoire avec son matériel complet :
bic, vade-mecum, stéthoscope, thermomètre, paire de ciseaux, tenue impeccable (tablier blanc, veste et pantalon de chirurgien) muni le lundi de son casse-croûte pour la journée.
bic, vade-mecum, stéthoscope, thermomètre, paire de ciseaux, tenue impeccable (tablier blanc, veste et pantalon de chirurgien) muni le lundi de son casse-croûte pour la journée.
Dès que les étudiants ont déchargé le matériel dans le site, ils se mettent en tenue de travail. Les groupes cliniques sont formés et les patients choisis. Après examen chaque groupe clinique prépare son plateau d'injection .
Dans chaque groupe, l'étudiant anesthésiste est le coordinateur.
L'anesthésiste est responsable de la fiche clinique où il notifie les renseignements se rapportant aux produits injectés ainsi que les paramètres physiologiques enregistrés. Il doit déterminer en permanence la profondeur de l'anesthésie et la réaction physiologique de l'animal; à cet effet il est très important que le patient soit correctement positionné avec la tête bien visible et facilement accessible, les avant-bras dégagés pour accéder au cathéter et à la perfusion. L'anesthésiste surveillera l'état des muqueuses et le temps de remplissage capillaire, le réflexe palpébral et le tonus de la mâchoire, la position de l'oeil et son humidification.
Il disposera d'un stéthoscope oesophagien et d'un oxymètre de pouls qu'il devra correctement positionner et monitorer.
EXAMEN GENERAL
Avant toute intervention le patient sera pesé et examiné afin d’écarter les animaux malades ou déjà stérilisés. Les renseignements sont notés sur la fiche clinique.
PENDANT L'INTERVENTION
L'anesthésiste assure le protocole de l'anesthésie et la surveillance de son patient. Le chirurgien opére et renseigne l'anesthésiste sur tous les évènements nécessitant une éventuelle intervention de sa part: pertes sanguines, stimuli nerveux, etc... Une opération est un travail d'équipe où la communication entre les partenaires est absolument indispensable.
EN FIN D'INTERVENTION
Les étudiants signalent les points particuliers nécessitant un suivi pour les vétérinaires du site.
Ils positionnent le patient dans sa cage sous lampe chauffante et s'assurent de la bonne évolution de son réveil.
ENCADREMENT DES ETUDIANTS
Le vétérinaire encadrant supervise l'activité des étudiants et vérifie les fiches cliniques. Il assure le bon déroulement des interventions mais n’intervient personnellement qu’en cas de difficulté majeure ou d’absolue nécessité. Les étudiants se doivent de suivre fidèlement les directives qu'ils reçoivent.
RANGEMENT
Après l'opération, les étudiants seront vigilants de jeter aiguilles et lames dans un container approprié. Les papiers, champs, compresses usagées, déchets tissulaires, et poils iront dans un sac poubelle unique trié ultérieurement . Les étudiants nettoient les instruments, réorganisent les boîtes et désinfectent les tables.
<!--[if !supportLists]--> MATERIEL
Au retour les étudiants aident au déchargement du matériel ambulatoire, à la stérilisation des boîtes d'instruments, des sondes endotrachéales, des stéthoscopes oesophagiens et au réapprovisionnement des produits et disposables utilisés.
ASEPSIE DU SITE OPERATOIRE
CASTRATION DU CHAT
Les testicules sont épilés et désinfectés. Un champ stérile est posé sur le scrotum
CASTRATION DU CHIEN
Tonte et asepsie de l’abdomen caudal et du scrotum
Un champ stérile est posé autour de la région ante-scrotale, le scrotum restant sous le champ
OVARIO CHIEN ET CHAT
L’abdomen est largement tondu et désinfecté
Un champ stérile troué protège le site opératoire
ASEPSIE DU SITE OPERATOIRE
CASTRATION DU CHAT
Les testicules sont épilés et désinfectés. Un champ stérile est posé sur le scrotum
CASTRATION DU CHIEN
Tonte et asepsie de l’abdomen caudal et du scrotum
Un champ stérile est posé autour de la région ante-scrotale, le scrotum restant sous le champ
OVARIO CHIEN ET CHAT
L’abdomen est largement tondu et désinfecté
Un champ stérile troué protège le site opératoire
PREPARATION DU CHIRURGIEN
Bonnet, masque et gants stériles pour chaque intervention. Une casaque stérile pour l'ovario de la chienne, de la chatte et la castration du chien.
TECHNIQUE D’INJECTION ET DE CATHETERISATION
Les aiguilles seront choisies en fontion de la viscosité du produit à injecter, de l'épaisseur du tissu et de la modalité d'injection .
Les aiguilles seront choisies en fontion de la viscosité du produit à injecter, de l'épaisseur du tissu et de la modalité d'injection .
Les modalités d'injection.
INJECTION SC
Sous la peau du cou, du thorax ou du dos. Dégraisser, faire un pli de peau, introduire l’aiguille entre les doigts, légère aspiration du piston pour éviter l’IV puis injecter. Utiliser généralement une aiguille 23 ou 25G ; pour l'injection SC du Clamoxyl très huileux utiliser une aiguille 21G .<!--[if !supportLists]-->
INJECTION IM
Au niveau des lombes ou du quadriceps. Dégraisser, légère aspiration du piston pour éviter l’IV, puis injecter. Utiliser une aiguille 23G courte ou longue suivant le site d'injection et l'état adipeux du patient.
INJECTION IV
Dans la veine céphalique ou la veine saphène externe. Désinfecter avec soin. Chasser l’air de la seringue et injecter lentement. Utiliser une aiguille 23 ou 21G courte.
Choisir correctement son cathéter (24G pour les chats et chattes, 22G pour les petits chiens, 20G ou 18G pour les chiens et chiennes de taille moyenne et grande taille. Respecter les règles d'asepsie et la rigueur de la méthode de placement.
PERFUSION PER-OPERATOIRE DU PATIENT
La maintenance per-opératoire durant la première heure de chirurgie est normallement de 1 goutte/sec/10kg soit 180 ml (1ml = 20 gouttes).
Avec les alpha2 agonistes, le débit sera par prudence réduit de 1/2 : 1 goutte/2sec/10 kg soit 90 ml car la médétomidine induit une vasoconstriction avec hypertension et par réflexe vagual une bradycardie.
L'étudiant aura à coeur de calculer correctement sa maintenance opératoire; intensifier l'hypertension par un débit trop important pourrait avoir des conséquences fâcheuses sur le rythme cardiaque; à contrario des pertes sanguines non compensées déterminent une diminution de la pression sanguine et lorsqu'elles sont importantes elles peuvent déterminer un choc hypovolémique si 20% du volume circulant est atteint.
Pour faire simple disons qu'un animal de 10 kg a besoin de +/- 100 ml durant l'heure de chirurgie (temps généralement nécessaire à l'étudiant pour son travail de stérilisation)
soit +/- 10 ml de soluté par kg.
Rappelons que le volume circulant du chien est de 80 ml de sang/kg et celui du chat de 60 ml/kg.
LES SUTURES
Les complications les plus courantes proviennent de sutures mal faites de la paroi abdominale entrainant hernie et éventration et des hémorragies au niveau des ligatures du pédicule ovarien mal ligaturé ou du cordon ou de la vaginale.
Attention de bien choisir son fil et de pouvoir justifier son choix. Les fils mis à la disposition des étudiants sont les polydioxanon, polyglactin910, et le polyglecaprone.
L'étudiant doit se remémorer les différentes sutures (noeuds, points, surjets et transfixions) auxquels il va être confronté. Cfr. notes des TP de 1er GMV à l'adresse web :www.vanhoff.be/ulg/blogs/sutures/index.html
<!--[endif]-->
